Informácie

„Pretočia sa molekuly lipidov cez membránu bez použitia enzýmu?

„Pretočia sa molekuly lipidov cez membránu bez použitia enzýmu?


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Všetky odkazy na to, čo môžem nájsť, sa týkajú enzýmov, ako je Flippase, vďaka čomu je „ľahšie“ alebo „pravdepodobnejšie“, že dôjde k translokácii, a nie to, aby to bolo skutočne možné.

Nasledujúce je od Albertsa

V ER sa však fosfolipidy vyrovnávajú cez membránu v priebehu niekoľkých minút, čo je takmer 100 000-krát rýchlejšie, ako by sa dalo vysvetliť spontánnym „preklopením“.

Znamená to, že ak sa akákoľvek fosfolipidová membrána nechá bez dozoru, samovoľne sa „preklopí“, len veľmi pomaly, a dá sa to pozorovať?


Dvojvrstvové komponenty budú „preklápať“ merateľnou rýchlosťou, ale tieto sú veľmi odlišné pre rôzne triedy lipidov. Tu sú výsledky experimentu s použitím fluorescenčne značených analógov.

Bai, JN a Pagano, RE (1997) Meranie spontánneho prenosu a transbilayer pohybu lipidov značených BODIPY v lipidových vezikulách. Biochemistry 36: 8840-8848 DOI: 10.1021/bi970145r

Autori sledovali transdvojvrstvový (flip-flop) a medzidvojvrstvový pohyb fluorescenčne značených analógov rôznych membránových lipidov: sfingomyelín (C-5-DMB-SM), ceramid (C-5-DMB-Cer), fosfatidylcholín (C-5 -DMB-PC) a diacylglycerol (C-5-DMB-DAG) v systéme unilamelárnych vezikúl pozostávajúcich z 1-palmitoyl-2-oleoylfosfatidylcholínu.

Výsledky sa analyzovali z hľadiska modelu, v ktorom sa značené molekuly mohli pohybovať medzi vezikulami a medzi dvoma monovrstvami dvojvrstvy.

polčasy: interbilayer transbilayer (flip-flop) C-5-DMB-SM >21 s 3,3 h C-5-DMB-Cer 350 s 22 min C-5-DMB-PC 400 s 7,5 h C-5-DMB- DAG 100 h 70 ms

Takže pre testovaný fosfolipid bol polčas pre klopný obvod 7,5 hodiny.


Modelové štúdie lipidového flip-flopu v membránach

Biomembrány, ktoré sú vyrobené z lipidovej dvojvrstvovej matrice, v ktorej sú proteíny vložené alebo pripojené, predstavujú fyzickú bariéru pre bunku a jej vnútorné organely. Pokiaľ ide o distribúciu ich molekulárnych zložiek, biomembrány sú laterálne heterogénne aj priečne asymetrické, a preto sú miestami životne dôležitých biochemických aktivít. Lipidy sa môžu premiestňovať z jedného lístka dvojvrstvy do opačného buď spontánne, alebo uľahčené proteínmi, a preto prispievajú k regulácii membránovej asymetrie, od ktorej do značnej miery závisí fungovanie buniek, diferenciácia a rast. Takýto priečny pohyb – bežne nazývaný klopný obvod – bol študovaný experimentálne aj výpočtovo. Experimentálne výskumy čelia ťažkostiam súvisiacim s časovými mierkami a problémami s poruchami membrán vyvolanými sondou. Simulácie molekulárnej dynamiky hrajú dôležitú úlohu pre pochopenie klopného obvodu na molekulárnej úrovni. V tomto prehľade uvádzame súhrn stavu výpočtových štúdií spontánnych klopných obvodov fosfolipidov, sterolov a mastných kyselín. Tiež upozorňujeme na kritické problémy a stratégie, ktoré boli vyvinuté na ich vyriešenie, a na to, čo ešte treba vyriešiť.

Toto je ukážka obsahu predplatného, ​​prístup prostredníctvom vašej inštitúcie.


Možnosti prístupu

Získajte plný prístup k denníku na 1 rok

Všetky ceny sú ceny NET.
DPH bude pripočítaná neskôr pri pokladni.
Výpočet dane bude dokončený pri pokladni.

Získajte na ReadCube časovo obmedzený alebo úplný prístup k článkom.

Všetky ceny sú ceny NET.


Prvý krok: cez IM. Modelové systémy

Po dokončení cytoplazmatických krokov biosyntézy sa novosyntetizované fosfolipidy a Ra-lipid A transportujú cez IM dvojvrstvu. Mechanizmy používané na presun lipidov cez biologické membrány (flip-flop) zostávajú nedostatočne pochopené. Predpokladá sa, že transport amfipatických lipidov cez hydrofóbnu lipidovú dvojvrstvu je termodynamicky nepriaznivý a vyžaduje si prísun energie (Singer a Nicolson, 1972). Transport lipidov cez dvojvrstvy bol študovaný na mnohých vynikajúcich in vitro modelov. V tejto diskusii budem používať všeobecný pojem žabky opísať pohyb lipidov cez dvojvrstvu smerom von. Aj keď tento výraz nerozlišuje pohyb lipidov smerom von od pohybu lipidov smerom dovnútra, bude sa brať do úvahy iba prvý. Lipidový flip-flop v modelových lipidových dvojvrstvách je extrémne pomalý, s polčasmi rádovo v hodinách až dňoch, ale je veľmi rýchly v biologických membránach a prebieha v sekundách až desiatkach sekúnd (Rothman a Kennedy, 1977). To viedlo k záveru, že lipidový flip-flop v biologických membránach je katalyzovaný proteínom. V eukaryotoch bolo identifikovaných niekoľko kandidátskych proteínov, ktoré katalyzujú transdvojvrstvový pohyb rôznych tried lipidov (Daleke, 2003 Holthuis a Levine, 2005 Pohl a kol., 2005). V prokaryotoch je však jediným proteínom, ktorý bol doteraz identifikovaný s preukázanou úlohou v transporte lipidov, MsbA (pozri nižšie).

Pokiaľ ide o energetické požiadavky na transport IM lipidov, dospeli sa k rozdielnym záverom. V niektorých systémoch je lipidový klopný obvod závislý od ATP, ale v iných nie. Práca deKruijffa a kolegov naznačuje, že lipidový flip-flop v rekonštituovaných vezikulách je energeticky nezávislý a vyžaduje iba hydrofóbne a-helikálne peptidy preklenujúce membránu ( Kol a kol., 2004). Autori vo svojich štúdiách testovali schopnosť membránových peptidov indukovať flip-flop fluorescenčne značených fosfolipidov s krátkym reťazcom (C6-NBD-PE a C6-NBD-PG) v umelých dvojvrstvách ( Kol a kol., 2001). Zistili, že vezikuly obsahujúce modelový transmembránový α-helikálny peptid GKKL(AL)12KKA podporoval klopný obvod lipidov s krátkym reťazcom, zatiaľ čo klopný obvod bol zanedbateľný iba v lipidových vezikulách. Táto práca predstavuje zaujímavú alternatívu ku konceptu, že vyhradený proteínový mechanizmus katalyzuje pohyb transdvojvrstvových lipidov a čo naznačuje, že táto aktivita môže byť všeobecnou vlastnosťou membránových proteínov obsahujúcich domény preklenujúce a-helikálnu membránu.

Menon a kolegovia predložili dôkaz o ATP-nezávislej flippázovej aktivite v membránach grampozitívnych baktérií (Hrabnsdottir a Menon, 2000) a táto aktivita bola tiež zistená v membránach z gramnegatívnych baktérií (Kubelt a kol., 2002). Použitím di-C4-fosfatidylcholínu ako substrátu pre test s flippázou bolo možné solubilizovať, rekonštituovať a čiastočne purifikovať aktivitu. Doteraz však nebol identifikovaný proteín (proteíny), ani nebol stanovený mechanizmus.

Na druhej strane pracujte s rekonštituovanými transportérmi ATP väzbovej kazety (ABC) z baktérií (Margolles a kol., 1999) alebo ľudia (Romsicki a Sharom, 2001) ukázali, že majú aktivitu fosfolipidovej flippázy závislú od ATP in vitro. Transportné proteíny ABC využívajú energiu hydrolýzy ATP na transport rôznych lipidových a nelipidových substrátov cez membrány a sú prítomné vo všetkých troch doménach živých organizmov. Konings a kolegovia preukázali (opäť s použitím fluorescenčných fosfolipidových analógov s krátkym reťazcom), že purifikovali, rekonštituovali LmrA, transportér ABC z Lactococcus lactismá aktivitu fosfolipidovej flipázy in vitro ktorý je závislý od exogénneho ATP (Margolles a kol., 1999). Podobným spôsobom sa ukázalo, že rekonštituovaný ľudský p-glykoproteín/MDR1 (ABCB1) má ATP-dependentnú flippázovú aktivitu so širokou škálou fosfolipidových analógov s dlhým a krátkym reťazcom (Romsicki a Sharom, 2001). Kým in vitro štúdie aktivity fosfolipidových flip-flop sa ukázali ako informatívne, pri extrapolácii týchto výsledkov na in vivo Vzhľadom na to, že typicky využívajú vo vode rozpustné analógy lipidov s krátkym reťazcom alebo obsahujú iné modifikácie, ktoré vytvárajú štrukturálne jedinečné molekuly, ktoré sa môžu v dôležitých ohľadoch líšiť od ich prirodzene sa vyskytujúcich náprotivkov.


Perspektívy

Jednou záhadou v biológii lipidov je dynamická organizácia cholesterolu. Hoci sa môže spontánne pohybovať cez a medzi membránami, zistilo sa, že mnohé proteíny stimulujú jeho pohyb. Jeho vysoká afinita k sfingolipidom kontrastuje s experimentálnymi výsledkami týkajúcimi sa jeho transbilayerovej organizácie. Zostáva tiež nejasné, ako bunky presúvajú domény sfingolipidov a cholesterolu, ktoré majú zvýšenú odolnosť proti ohýbaniu, do silne zakrivených pučiacich Golgiho vezikúl. Okrem toho biofyzici nevidia, že sa membránové proteíny presúvajú do takýchto „usporiadaných domén“ v umelých rekonštituovaných membránach, zatiaľ čo v bunke áno. Molekulárny mechanizmus flippáz a ich lipidová špecifickosť ešte nie sú objasnené, ani medzimembránový transport lipidov cez kontaktné miesta membrány. Ďalším nevyriešeným problémom je biogenéza lipidových kvapiek a ich vzťah s ER. Nakoniec nám chýba základné pochopenie toho, ako a prečo naše bunky syntetizujú množstvo lipidových druhov, ktoré teraz pozorujeme pomocou našich zdokonalených analytických nástrojov. Nerozumieme ich vplyvu na štruktúru a funkciu membrány a pravdepodobne nám chýba polovica funkcií, ktoré lipidy vykonávajú pri prenose signálu a homeostáze, pretože sa vyskytujú v malých množstvách.

Na syntéze, prestavbe a konverzii bunkových lipidov a ich medzimembránovom a intramembránovom transporte sa podieľa mnoho enzýmov. Je výzvou odhaliť homeostázu lipidov na systémovej úrovni stabilného izotopového značenia a hmotnostná spektrometria by nám to mohla umožniť. Väčšou výzvou je zistiť, ako sa homeostáza lipidov spája so všetkými ostatnými systémami na báze proteínov v bunke, aby sa celkovo regulovala bunková fyziológia. Mapovanie lipidov je len začiatok!


Vyvrátené: Rafty na bunkovej membráne

Verilo sa, že drobné štruktúry vyrobené z lipidových molekúl a bielkovín sa pohybujú v membráne bunky, podobne ako plte na vode. Táto „hypotéza raftov“ bola široko akceptovaná, ale teraz vedci z TU Wien (Viedeň) ukázali, že v živých bunkách tieto lipidové rafty neexistujú. Tento výsledok bol teraz publikovaný v časopise Prírodné komunikácie.

Kvapalné membrány

"Nemali by sme myslieť na bunkovú membránu ako na statický, pevný povrch," hovorí Eva Sevcsik z biofyzikálnej skupiny na TU Wien. „Membrána, vonkajšia vrstva bunky, je tekutá. Jej molekuly - lipidy a bielkoviny - sú neustále v pohybe.“

Proteíny môžu slúžiť na rôzne účely. Môžu pôsobiť ako dokovacie stanice pre látky zvonku alebo ako kanály transportujúce molekuly do bunky. Keďže sa mnohé proteíny navzájom ovplyvňujú, zdalo sa pravdepodobné, že takéto proteíny sa môžu pohybovať v membráne spoločne ako „nano-raft“.

Táto hypotéza sa medzi bunkovými biológmi stávala čoraz populárnejšou a „rafty“ boli spájané s mnohými bunkovými procesmi. Dôkazy pre túto hypotézu však boli odvodené len zo štúdií s modelovými systémami alebo mŕtvymi bunkami. "Plote" neboli nikdy priamo pozorované v živej bunke.

Mnoho výskumníkov si myslelo, že „plte“ sú príliš malé a majú krátke trvanie na to, aby ich bolo možné odhaliť pomocou bežných mikroskopických metód. V biofyzikálnych laboratóriách na TU Wien sa teraz na riešenie tohto problému používa kombinácia niekoľkých špičkových techník. „Na jednej strane používame mikroskopiu s vysokým rozlíšením, ktorá nám umožňuje študovať jednotlivé molekuly, na druhej strane vieme ovplyvniť bunkovú membránu pomocou mikro- a nanoštruktúrovaných povrchov,“ hovorí Eva Ševcsik. "Takto môžeme analyzovať štruktúru bunkovej membrány úplne novými spôsobmi."

Molekulárne Lego

Po prvé, povrchy boli štruktúrované v mikrometrovej mierke, aby bunky, ktoré boli pestované na tomto povrchu, mohli interagovať so štruktúrou. „Je to ako molekulárne Lego,“ hovorí Eva Ševcsik. "Na mikroštruktúrovaný povrch umiestňujeme molekulárne stavebné bloky, ktoré sa viažu na špecifické proteíny v bunkovej membráne." Proteíny sa prichytia na štruktúrovaný povrch a už nemôžu prechádzať cez bunkovú membránu.

Preto je možné vybrať proteín, ktorý je považovaný za dôležitý stavebný kameň nano-raftu, môže byť fixovaný na konkrétnych pozíciách na povrchu a potom je možné študovať, ako reagujú ostatné proteíny a lipidy.

Molekuly sa stávajú viditeľnými pomocou špeciálnej mikroskopickej techniky. Malé množstvo fluorescenčných markerov je pripojených k proteínom alebo lipidom a potom môžu byť molekuly filmované, keď cestujú v membráne. „Keď študujeme pohyb jednotlivých bielkovín, vidíme, či máme do činenia s membránovými plťami, alebo nie,“ hovorí Eva Sevcsik. "Takýto plť, ukotvený na umelých nanoštruktúrach na povrchu pod ním, by kládol väčšiu odolnosť voči putujúcim proteínom ako okolité oblasti. Pohyb proteínov by bol preto pomalší. Pri našich meraniach však difúzny pohyb molekuly sú všade rovnaké."

Pre Evu Ševcsikovú neprekvapuje skutočnosť, že hypotéza o rafte zostala populárna tak dlho, aj keď pre ňu nikdy neexistovali žiadne priame dôkazy: „Vždy je lákavé interpretovať svoje výsledky v kontexte Stanovené hypotézy, to je bežný problém vo vede. Naším cieľom bolo otestovať hypotézu o rafte bez akejkoľvek zaujatosti alebo predsudkov.“

Hypotéza o plte, ako sa doteraz učila, dostala úder. Ale ak štruktúry podobné plti, ktoré sa pohybujú cez membránu, neexistujú, existujú iné mechanizmy zabezpečujúce poriadok medzi proteínmi a lipidmi? "Možno hrá aktínový cytoskelet dôležitejšiu úlohu, ako sme si mysleli," hovorí Eva Ševcsik. Cytoskelet leží priamo pod bunkovou membránou a poskytuje stabilitu. Teraz chce Sevcsik študovať jeho funkciu pomocou biofyzikálnych výskumných metód.


Budú molekuly lipidov „preklápať“ membránu bez použitia enzýmu? - Biológia

interdisciplinárne výskumné centrum optogenetiky a syntetickej biológie, Štátne kľúčové laboratórium bioreaktorového inžinierstva, Východočínska univerzita vedy a techniky, 130# Meilong Road, Šanghaj 200237, Čína
E-mail: [email protected], [email protected]

b Kľúčové laboratórium pre pokročilé materiály a Spoločné medzinárodné výskumné laboratórium presnej chémie a molekulárneho inžinierstva, Spoločné výskumné centrum pre vedcov Nobelovej ceny Feringa, Škola chémie a molekulárneho inžinierstva, Východočínska univerzita vedy a technológie, 130# Meilong Road, Šanghaj, Čína

Abstrakt

Prírodné alebo syntetické systémy, ktoré sa môžu samozostavovať do biomimetických membrán a vytvárať kompartmenty vo vodnom roztoku, si získali veľkú pozornosť. Avšak tieto systémy majú často problémy vyžadujúce zložité procesy alebo nedostatok kontroly pri simulácii syntézy lipidov a tvorby membrán buniek. Tento článok demonštruje koncepčne novú stratégiu, ktorá používa fotoligačnú chémiu na premenu nemembránových molekúl na lipozómy. Lyzofingomyelín (Lyso) a deriváty 2-nitrobenzylalkoholu (NB) sa používajú ako prekurzory a amfifilný charakter Lyso podporuje tvorbu zmiešaných agregátov s NB, čím sa lipidové prekurzory dostanú do tesnej blízkosti. Ožarovanie svetlom spúšťa konverziu NB na reaktívne aldehydové medziprodukty a predbežná montáž uľahčuje účinnú a špecifickú ligáciu medzi aldehydom a lysoamínom cez iné biomolekuly, čím sa urýchľuje syntéza fosfolipidov a vytvárajú sa membránové kompartmenty podobné prírodným lipidom. Svetlom riadená transformácia predstavuje využitie vonkajšieho energetického stimulu na vytvorenie biomimetickej fosfolipidovej membrány, ktorá má široké uplatnenie v medicínskej chémii, syntetickej biologickej a abiogenéze.


3. Kompartmentalizácia metabolických dráh

Všetky reakcie prebiehajúce v bunkách prebiehajú v určitom priestore – priehradka, ktorý je oddelený od ostatných oddelení pomocou polopriepustný membrány. Pomáhajú oddeľovať aj chemicky celkom heterogénne prostredia a tak optimalizovať priebeh chemických reakcií.

Enzýmy katalyzujúce jednotlivé reakcie majú často rôzne optimá teploty a pH a keby existovalo iba jedno bunkové oddelenie, časť enzýmov by pravdepodobne nefungovala alebo by ich katalyzované reakcie neboli dostatočne účinné. Rozdelením bunkového priestoru, optimálne podmienky pre jednotlivé enzymaticky katalyzované reakcie vznikajú.

Bunka sa zároveň chráni pred aktivitou lytický enzýmy. Napríklad uzavretie bunkového trávenia v lyzozómoch zabraňuje nežiaducemu samočinnému tráveniu iných organel v bunke. Bežné procesy, ktoré sprevádzajú narušenie niektorých kompartmentov (napríklad rozliatie obsahu lyzozómov alebo mitochondrií), sú nekróza alebo aktivácia apoptóza (proces programovanej bunkovej smrti).

Rozčlenenie ovplyvňuje regulácia z metabolické aj cesty, čím sú presnejšie a cielenejšie a navzájom si menej prekážajú. Niekedy je možné regulovať priebeh reakcie v bode o vstup z konkrétne substrát do the priehradka (transport cez membránu, často sprostredkovaný transportnými mechanizmami).

Napriek svojim výhodám, rozčlenenie zároveň kladie vyššie nároky na spotrebu energie. Vyplýva to z častej potreby používať transportéry závislé od ATP, ktoré transportujú látky cez membrány proti koncentračnému gradientu, a tým vytvárajú rôzne prostredia v rôznych oddeleniach.

Biologické membrány

Jednou z nevyhnutných podmienok pre vznik živého bolo oddelenie bunkového prostredia od vonkajšieho (vonkajšieho) prostredia. V dôsledku toho vznikla potreba selektívnych transportných mechanizmov medzi oboma priestormi a neskôr potreba medzibunkovej komunikácie.

Cytoplazmatická membrána tvorí hranicu s extracelulárnym kompartmentom a membrány podobného zloženia oddeľujú ostatné kompartmenty vo vnútri bunky.

Architektúra

Šírka bunkovej membrány je približne 6-10 nm. Jadro jeho architektúry je tvorené fosfolipidovou dvojvrstvou s vloženou bielkoviny a cholesterolu molekuly. Posledné dva môžu viazať rôzne sacharidy a tak vytvárať glykolipidy a glykoproteíny. Táto základná štruktúra je v prípade membrán rôznych organel do určitej miery modifikovaná, čím sú ovplyvnené fyzikálno-chemické vlastnosti membrány (najmä jej priepustnosť), ktoré úzko súvisia s funkciou a priebehom biochemických procesov. v organele.

Dobrým príkladom je myelínový obal neurónu, ktorý má pomer proteínov k lipidom 19 % až 81 % a má teda vynikajúce izolačné vlastnosti. Na druhej strane vnútorná mitochondriálna membrána má pomer obrátený v prospech bielkovín (76 % ku 24 %) a to je dôvod jej relatívnej nepriepustnosti (aj pre látky, ktoré prechádzajú cez štandardné membrány).

Molekuly fosfolipidov pozostávajú z dvoch fyzikálne odlišných častí:

1) Polárna (hydrofilná) časť

Polárna časť je tvorená a fosfát skupina s inými voliteľne pripojenými skupinami – táto časť molekuly je obrátená k vodný stredná (alebo iné polárne rozpúšťadlo).

2) Nepolárna (hydrofóbna) časť

Nepolárne časť pozostáva z mastný kyselina reťaze otočené proti sebe a tým tvoriace hydrofóbne jadro membrány. Hydrofóbne interakcie molekúl lipidov sú zodpovedné za ich tendenciu agregovať a vytvárať membrány.

Molekula fosfolipidu obsahujúca polárnu aj nepolárnu časť patrí do skupiny amfipatický molekuly.

Historická korelácia:

V súčasnosti akceptovaný model štruktúry biologických membrán vytvoril v roku 1972 S.J. Speváčka a G. L. Nicols. Podľa tohto tzv fluidná mozaika Model, môžeme biologickú membránu považovať za a 2-rozmerný kvapalina v ktorých molekuly lipidov a proteínov viac alebo menej ľahko difundujú.

The rýchlosť difúzie fosfolipidov je oveľa rýchlejší ako u iných zložiek membrány. Miesta membrány s vyšším obsahom bielkovín a cholesterolu majú preto nižšiu rýchlosť laterálnej difúzie a stabilizovať membránu (to platí najmä pre cholesterol). Na druhej strane časti membrány obsahujúce prevažne lipidy majú schopnosť preklopiť sa na opačnú stranu (cez tzv. klopný mechanizmus).

Tekutosť membrány závisí najmä od:

1) Teplota: čím vyššia je teplota, tým je membrána pohyblivejšia (sol fáza), pri nižších teplotách je tuhšia (gélová fáza).

2) Podiel nenasýtených FA: čím vyšší je obsah nenasýtených FA, tým je fáza mobilnejšia.

Proteíny tvoria základnú zložku bunkových membrán. Podľa ich lokalizácia vo vnútri the membrána, možno ich rozdeliť na periférne a integrálne:

1) Periférne proteíny

Periférne proteíny urobiť nie preniknúť do the hydrofóbne jadro membrány sa viažu len na jej povrch oblasti (na extra- alebo intracelulárnej strane) a tým sa môže oddeliť od membrány bez jej poškodenia. Medzi hlavné väzbové interakcie patria elektrostatické sily a vodíkové väzby.

2) Integrálne proteíny

Integrálne proteíny preniknúť the membránabuď v celej svojej hrúbke (transmembránový proteíny) alebo len do určitej hĺbky. Separácia týchto proteínov je spojená s narušením integrity membrány.

Membránové proteíny plnia rôzne funkcie, napr receptor, enzymatické alebo doprava.

Cholesterol tvorí približne ¼ všetkých membránových lipidov. Jeho molekula, podobne ako molekula fosfolipidov, má amfipatický charakteru (v dôsledku prítomnosti OH- skupiny naviazanej na 3. atóm uhlíka). Hlavnou funkciou cholesterolu je stabilizovať membrána a nižšie jeho plynulosť.

Vlastnosti

Priepustnosť, vyjadrujúca rýchlosť pasívnej difúzie molekúl cez membránu, sa riadi Fickovým difúznym zákonom a závisí od:

1) Veľkosť a polarita difúznych molekúl

2) Koncentračný gradient

3) Hrúbka membrány

4) Povrchová plocha membrány

1) Veľkosť a polarita difúznych molekúl

Všeobecne, malé a nepolárne molekuly prechádzajú cez membránu celkom ľahko zatiaľ čo väčšie a polárne zvyčajne potrebujú transportéry alebo kanály.

2) Koncentračný gradient

The vyššie the koncentrácia látky na jednej strane membrány, vyššie jeho tendencia do prejsť na druhú stranu. Toto pravidlo platí aj pre ostatné gradienty – elektrochemické (dané rozdielom nábojov na oboch stranách) alebo osmotické (dané rozdielom osmoticky aktívnych častíc na oboch stranách membrány).

3) Hrúbka membrány

Látky prechádzajú pomalšie cez membránu, ktorá je hrubšia.

4) Povrchová plocha membrány

Väčšie množstvo látky difunduje cez membránu za jednotku času, ak má membrána väčší povrch.

Ďalšie vlastnosti membrán sú: stupňa z tepelný a elektrické izolácia, elektrické nabíjať (celkový náboj bunkovej membrány je negatívne – predovšetkým kvôli prítomnosti negatív sialický kyseliny zvyškov viazané na glykoproteíny a glykolipidy) a schopnosť z selektívne doprava.

Selektívna doprava

Selektívny transport možno rozdeliť na:

3) Transport makromolekúl

Tento diagram ukazuje príklad transportných procesov cez hematoencefalickú bariéru (bariéra medzi krvou a nervovým tkanivom):

1) Pasívna doprava

Prebieha pasívna preprava bez energie spotreba, pretože je založená na fyzikálnom princípe difúzie (poháňanej koncentrácia gradient látky na oboch stranách membrány). Bez the existencie z taký gradientpasívna doprava zastavuje. Existujú dva základné typy pasívnej dopravy:

b) Uľahčená difúzia

A) Jednoduchá difúzia

Jednoduchá difúzia je prenos látok cez membránu bez pomoci transportných proteínov. Látky musia prejsť cez hydrofóbne jadro membrány, čo vysvetľuje, prečo je tento typ transportného mechanizmu typický pre:

1. Malá nepolárna molekula: ako plynov (CO2, O2, …)

2. Malá polárna molekula: voda, močovina

3. Väčšie nepolárne molekuly: FA, cholesterol alebo vitamíny rozpustné v tukoch

Hydrofilné a väčšie molekuly (väčšinou s Mr cez 200) prechádzajú membránou jednoduchou difúziou len veľmi pomaly alebo vôbec. Transport iónov, ktorých molekuly sú relatívne malé, je ťažký kvôli prítomnosti veľkého množstva hydratácia škrupina pozostávajúce z molekúl vody.

B) Uľahčená difúzia

Uľahčená difúzia je typ pasívneho transportu, ktorému asistuje transportné proteíny ktoré nekovalentne viažu molekulu a transportujú ju na druhú stranu membrány. Je rýchlejšia ako jednoduchá difúzia a môže byť sprevádzaná a transport inej látky v opačnom smere (tzv antiport, napríklad ATP s ADP alebo Cl – s HCO3 –). Ďalšou možnosťou je transport pomocou kanálového proteínu, ktorý preniká celou šírkou membrány. Prenos molekuly je spojený so zmenou konformácie kanála. Niektoré kanály sú riadené zmenami membránového elektrického potenciálu (napäťovo hradlované kanály).

Existuje rozdiel medzi kinetikou jednoduchej a uľahčenej difúzie. V prípade jednoduchej difúzie vedie zvýšenie koncentrácie prenášanej látky k lineárnemu zvýšeniu rýchlosti difúzie. Na druhej strane transportné proteíny zapojené do uľahčenej difúzie majú obmedzená kapacita (dané ich celkovým počtom v membráne) a keď koncentrácia dosiahne vysoké hodnoty, rýchlosť difúzie sa spomaľuje, kým nedosiahne maximálnu rýchlosť (kde je transportná kapacita plne nasýtená).

Medzi najdôležitejšie príklady uľahčenej difúzie patrí glukóza GLUT transportéry. Intracelulárna transformácia glukózy na glukóza-6-fosfát a jeho následné použitie zabezpečuje existenciu kontinuálneho koncentračného gradientu. Celkovo existujú sedem typy transportérov GLUT, z ktorých najdôležitejšie sú:

1. GLUT 1 a 3, slúžiace na udržiavanie bazálny príjem glukózy tkanivami, ktorých metabolizmus je závislý od glukózy (mozgu, erytrocytyobličky alebo placenta).

2. GLUT 2, lokalizované na membráne z pankreatický β-bunky a hepatocyty. Umožňuje tiež prenos glukózovej formy absorpčný epitel (napr. epitel proximálneho stočeného tubulu obličiek, črevný epitel alebo enterocyty) do krvi.

3. GLUT 4 je glukózový transportér tzv inzulín-dependentné tkanivá (kostrového svalstva, myokardu a tukového tkaniva). Jeho prítomnosť na membráne týchto tkanív podlieha účinku inzulín. K tomu dochádza hlavne po the jedlo kedy sú vyššie uvedené tkanivá zodpovedné až za 80 % metabolizmu glukózy. Medzi jedlami naopak glukózu neabsorbujú a šetria ju pre tkanivá, ktoré sú na nej závislé.

2) Aktívna doprava

Môže sa uskutočniť aktívny transport proti koncentračnému a elektrochemickému gradientu tiež. Je to možné, pretože doprava je v spojení s hydrolýzou ATP (ATP → ADP a Pi) a uvoľnená energia sa používa v procese transportu. Rozoznávame dva základné typy tejto dopravy:

A) Primárny aktívny transport

Energia ATP sa využíva priamo v procese prepravy určitej látky. Príklady sú Na+/K+-ATPáza, H+/K+-ATPáza alebo Ca2+ -ATPáza.

Na+/K+-ATPáza je tetramér tvorený z dve alfa a dve beta podjednotky. Alfa podjednotky sú transmembránové, ich intracelulárne domény majú a väzba stránky pre Na + a extracelulárne domény pre K + . Beta podjednotky sú glykolyzované (na rozdiel od alfa) a neprenikajú celou membránou. Ich oligosacharidové reťazce smerujú do extracelulárneho priestoru. Existujú dva odlišné konformačné stavy enzýmu v závislosti od toho, či je alebo nie je fosforylovaný. Na + /K + -ATPáza slúži ako an antiport a na oplátku za energiu uvoľnenú z ATP to transportuje 3 katióny Na + z bunky výmenou za 2 katióny K +. Výsledkom je an nerovnomerné rozloženie iónov na membráne, ktorá tvorí základ pre odpočívajúci membrána potenciál. Na + /K + -ATPáza je všadeprítomná – pravdepodobne prítomná vo všetkých ľudských bunkách.

Animácia ukazuje funkciu tohto transportéra (umiestneného v strede) počas akčného potenciálu:

H+/K+-ATPáza je antiport fungujúci podobne ako Na + /K + -ATPáza. Možno ho nájsť v parietálne bunky žalúdka (kde produkuje žalúdočné šťavy) a v bunkách proximálne spletitý tubule obličiek. Prepravuje jeden H + von z bunky výmenou za jedno K + ión.

Ca 2+ -ATPáza, kalciová pumpa, je väčšinou lokalizovaný v sval a nerv bunky. Aktívne pumpuje ióny vápnika z cytoplazmy, buď do sarkoplazmatický retikulum alebo extracelulárne, čím sa koncentrácia Ca 2+ zníži späť na predchádzajúcu úroveň (napríklad pred kontrakciou svalovej bunky).

B) Sekundárny aktívny transport (alebo kotransport)

V tomto prípade aktívneho transportu sa energia uvoľnená z ATP priamo nepoužíva na transport konkrétnej molekuly (ako je glukóza). Namiesto toho sa používa na prepravu iných látok (napr. katión sodíka), čo spôsobuje tvorbu koncentrácie alebo chemikálie gradient naprieč the membrána. Práve tento gradient poháňa transport (relevantnej) látky pomocou iných transportérov (napr. SGLT - transportér glukózy do sodíka).

Transportér vykonávajúci sekundárny aktívny transport (SGLT) tak vytlačí min dva častice – po prvé ten, ktorý má byť transportovaný (glukóza) a po druhé ten, ktorý poháňa (existenciou svojho gradientu cez membránu) transport (Na + ). Na udržanie tohto gradientu a druhý transportér (napr. Na+/K+-ATPáza), ktorá sa môže nachádzať v inej časti membrány. Ide o tento druhý transportér spotrebuje the energie (ATP) - preto tento druh transportného mechanizmu patrí do skupiny aktívneho transportu. V zátvorkách sme uviedli príklad sekundárneho aktívneho transportu glukózy cez SGLT transportér, ktorý využíva gradient Na + vytvorený Na + /K + -ATPázou. Podľa smeru transportu rozoznávame symport (obe častice sa transportujú rovnakým smerom, z bunky alebo do bunky) a antiport (častice sa transportujú opačným smerom – jedna je unášaná do bunky a druhá von z bunky) . SGLT poskytuje symport glukózy a Na + .

Terciárny aktívny transport funguje na podobnom princípe.

3) Transport makromolekúl cez membránu

Podľa smeru:

a) Exocytóza je proces, pri ktorom makromolekuly opúšťajú bunku. Cytoplazmatická membrána sa spojí s membránou transportného vezikula a makromolekula sa buď uvoľní v extracelulárnom priestore, alebo zostane súčasťou bunkovej membrány.

b) Endocytóza je proces príjmu makromolekúl do buniek. Cytoplazmatická membrána invaginuje dovnútra a vytvára transportnú vezikulu. Podľa povahy prepravovaných častíc sa proces vykonáva inak:

1. Pinocytóza: transport makromolekúl v roztoku. Proces môže byť selektívny (len cez špecifické membránové receptory) alebo neselektívny (miesto invaginácie je náhodné).

2. Fagocytóza: požitie veľkých častíc. Bunka najskôr obklopí časticu výbežkami cytoplazmatickej membrány (pseudopódia) a potom ju uzavrie do vezikuly.

Vnútrobunkový transport

Transport vo vnútri bunky sa zvyčajne uskutočňuje prostredníctvom:

1) Difúzia: častice rozpustené vo vodnom prostredí cytosólu

2) Transport v sekrečných vezikulách: proteíny sa najčastejšie tvoria v hrubom endoplazmatickom retikule, po ktorom nasleduje ich transport do Golgiho aparátu. Sekrečné vezikuly alebo lyzozómy sa uvoľňujú z GA a sú ďalej transportované v bunke. Tento druh transportu vykonávajú motorické proteíny (dyneíny a kinezíny), ktoré využívajú ATP na pohyb po povrchu mikrotubulov (dyneín sa pohybuje smerom k ich koncu – a kinezín k ich + koncu), ktoré nesú vezikuly pripojené k ich koncu. druhý koniec.

Kompartmentalizácia metabolických dráh

Cytosol (cytoplazma bez organel):

1) Metabolizmus sacharidov: glykolýza, časť glukoneogenézy, glykogenolýza a syntéza glykogénu, pentózový cyklus

2) Metabolizmus mastných kyselín: syntéza MK

3) Metabolizmus aminokyselín: syntéza neesenciálnych AA, niektoré z transaminačných reakcií

4) Iné dráhy: časti dráh syntézy hemu a močoviny, metabolizmus purínov a pyrimidínov

Mitochondrie:

1) Metabolizmus sacharidov: PDH, súčasť glukoneogenézy (premena pyruvátu na OAA)

2) Metabolism of fatty acids: beta-oxidation of FA (Linen’s spiral), synthesis (hepatocytes only) and degradation (extrahepatic tissues) of ketone bodies

3) Metabolism of amino acids: oxidative deamination, some of the transamination reactions

4) Other pathways: Krebs cycle, respiratory chain and oxidative phosphorylation, parts of heme and urea synthesis pathways

1) Proteosynthesis (translation of mRNA)

2) Posttranslational modifications (oxidations, cleavage, methylations, phosphorylations, glycosylations)

1) TAG and phospholipid synthesis

2) FA elongation (to a maximal length of 24 carbon atoms – in nerve tissue) and desaturation (maximally at 9 th carbon atom – counted from carboxyl group)

3) Parts of steroid synthesis pathway

4) Biotransformation of xenobiotics

5) Conversion of glucose-6-phosphate to glucose (only in tissues with glucose-6-phosphatase)


New understanding of how bacteria build their protective cell wall

Using a series of chemical and genetic tricks to interrogate a dizzying cast of characters involved in the process of building a cell wall, researchers believe they have discovered the hidden identity of a key enzyme involved in flipping precious cargo from the inside to the outside of a bacterial cell.

It sounds like a hardboiled mystery, but it's the results of research published this month in Veda from a team led by microbiologists at Harvard Medical School and Ohio State University.

The bacterial membrane is like an overinflated balloon that would burst without the cell wall, a molecular cage that surrounds the membrane and gives the membrane integrity in the face of the great osmotic pressure exerted on free-living, single-cell organisms. The building blocks of the wall are made inside the cell and need to be secreted through the membrane to the exterior to construct the wall where it's needed. The keys to the hidden passageways that export these building blocks through the membrane have remained mysterious, despite repeated efforts to bring them to light.

Cell wall construction is an important target for antibiotics such as penicillin and bacitracin. When these drugs interfere with cell wall production, bacteria burst and die. Growing concern about the increase in antibiotic resistance has fueled the search for alternative weapons in the fight against resistant bacteria. Because of its prior success as a target, researchers have been trying to learn more about cell wall assembly to discover new ways of blocking it for therapeutic development.

"The more you know about a process, the easier it is to break it," said Thomas Bernhardt, associate professor of microbiology and immunobiology at HMS.

For many years, scientists have known how the basic building blocks of the cell wall are assembled inside the cell cytoplasm, and how the blocks are stitched together on the cell surface to construct the wall. What has remained puzzling is how the bricks needed to build the cell wall are transported across the membrane to the outside, where the wall is assembled.

The wall building blocks consist of sugar molecules linked to a lipid carrier that anchors them to the cell membrane. It has long been thought that bacterial cells possess a transport protein that promotes a flip-flop reaction to move the lipid-linked building blocks from one side of the membrane to the other. However, the identity of this transporter, known as a flippase, has remained mysterious. But now a team of scientists from HMS and OSU have found evidence that the flippase is a protein called MurJ. The researchers are hopeful that this discovery could eventually lead to a new category of antibiotics that block the flipping reaction.

A few candidates for the flippase have been considered, but researchers have been in disagreement over which candidate truly catalyzes the flip-flop. To resolve the issue, a method of detecting the reaction in living cells was needed. However, this was easier said than done.

"It's a subtle change, shifting molecules from one side of the membrane to the other," Bernhardt said. "We needed an exquisitely specific and sensitive assay."

In addition to being small in scale, the cell wall building blocks are rare. In the experiments that the researchers ran, only a few thousand of the millions of lipid molecules in the cell membrane are cell-wall related. Bernhardt's team developed a method using colicins, protein toxins that work like a molecular razor blade, slicing the sugar blocks off their lipid anchors. This releases free sugar blocks not normally produced by cells into the medium that the bacterial cells are floating in. Because the toxins can't penetrate the membrane, they can only snip sugar blocks on the outside. If the sugar blocks are outside, that shows that flipping is underway.

"The first time we were able to see the colicin product I was incredibly excited because I knew we were detecting the flipping reaction," said Lok To (Chris) Sham, a postdoctoral fellow in Bernhardt's lab.

The next step was to use a combination of genetic and chemical techniques to test what happened when the candidate flippases were switched off.

Co-author Natividad Ruiz and her laboratory at OSU had developed strains of bacteria with mutated versions of MurJ that were uniquely susceptible to a chemical that reacts with certain amino acids in proteins. When the chemical was introduced to populations of the bacteria with the mutated MurJ proteins, none of the colicin- generated sugar blocks were found in the medium. This finding indicated that flipping stopped in the absence of MurJ, revealing that MurJ was the hidden flippase.

The team performed similar experiments to test whether turning off the other proteins suspected of being the missing flippase would stop flipping, but in those tests, the bacteria continued to flip sugar blocks.

Each experiment needed to happen quickly. Sham recalled adding the reagent at his bench and running across the hall to the lab's centrifuge to harvest the cells before they could burst and thus destroy the evidence that he needed to collect.

The researchers added that finding a way to make MurJ work as a flippase in test tube models will be important in the next phase of research, as they work to purify MurJ and to monitor the mechanism of the flipping process more closely.

The experiments were done in E. coli, but the researchers suspect this process is common to all bacteria with cell walls.

"We now know what protein is involved in the process," Bernhardt said. "Next we need to delve into the mechanics of the operation, the structure of MurJ and how it promotes transport so that we can plug it with small drug molecules to interfere with the flipping process."

As is often true in the complex world of microbiology, solving one case only leads to new mysteries.


Pozri si video: Липиды и их роль в жизнедеятельности клетки. Видеоурок по биологии 10 класс (Február 2023).